Методи мікроскопічних досліджень

Міністерство освіти і науки України

Рівненський державний гуманітарний університет

В.В. Демчук

ЛАБОРАТОРНІ РОБОТИ З БОТАНІКИ

(анатомія і морфологія рослин)

Навчально-методичний посібник

для студентів напряму підготовки 6.040102 „Біологія”

Рівне – 2013 рік

УДК 581.4+582

ББК 28.56+28.59

Б86

Автор: В.В. Демчук, кандидат сільськогосподарських наук, доцент кафедри біології Рівненського державного гуманітарного університету

Рецензенти: В.В. Сондак, доктор біологічних наук, професор Національного університету водного господарства та природокористування;

Л.В. Ойцюсь, кандидат біологічних наук, доцент кафедри екології та збалансованого природокористування Рівненського державного гуманітарного університету;

В.О. Володимирець, кандидат біологічних наук, доцент Національного університету водного господарства та природокористування

Лабораторні роботи з ботаніки (анатомія і морфологія рослин): Навчально-методичний посібник для студентів напряму підготовки 6.040102 „Біологія” / Автор: В.В. Демчук. – Рівне: РДГУ, 2013. – 221 с. з ілюстраціями.

Навчально-методичний посібник складено у відповідності до галузевого стандарту вищої освіти та навчального плану для студентів напряму підготовки 6.040102 „Біологія”. В ньому наведено теоретичний матеріал за темами лабораторних робіт з анатомії та морфології рослин, завдання та методичні вказівки до їхнього виконання. Призначений для викладачів, вчителів ботаніки, студентів.

Затверджено на засіданні кафедри біології, протокол №4 від 12 грудня 2013р.

Друкується за рішенням Вченої ради Рівненського державного гуманітарного університету (протокол № ____ від „____” __________________ 2014 р.

Зміст

Стор.

Вступ ……………………………………………………………………………………………………………….4

Лабораторна робота №1. Методи анатомічних досліджень..........................................................5

Лабораторна робота №2. Клітинна оболонка та її видозміни.......................................................12

Лабораторна робота №3. Внутрішня структура рослинної клітини……………………….……...17

Лабораторна робота №4. Запасні поживні речовини в клітинах рослин......................................26

Лабораторна робота №5. Меристеми або твірні тканини............................................................33

Лабораторна робота №6. Покривні тканини...................................................................................39

Лабораторна робота №7. Механічні тканини. Основна паренхіма...............................................45

Лабораторна робота №8. Провідні тканини та судинно-волокнисті пучки.................................54

Лабораторна робота №9. Видільні тканини....................................................................................61

Лабораторна робота №10. Морфологія кореня. Метаморфози кореня........................................66

Лабораторна робота №11. Первинна і вторинна будова коренів...................................................79

Лабораторна робота №12. Морфологічна будова стебла, пагона, бруньки.................................90

Лабораторна робота №13. Надземні і підземні видозміни пагонів..............................................101

Лабораторна робота №14. Морфологічна будова листка............................................................115

Лабораторна робота №15. Розвиток листка в онтогенезі..........................................................124

Лабораторна робота №16. Внутрішня будова листків рослин мезофітів, ксерофітів та гідрофітів……………………………………………………………………………………………………....134

Лабораторна робота №17. Анатомічна будова стебла трав’янистих і дерев’янистих рослин…………………………………………………………………………………………………….……...142

Лабораторна робота №18. Загальна будова квітки......................................................................151

Лабораторна робота №19. Суцвіття.............................................................................................160

Лабораторна робота №20. Андроцей..............................................................................................165

Лабораторна робота №21. Гінецей.................................................................................................170

Лабораторна робота №22. Статевий процес у рослин.................................................................177

Лабораторна робота №23. Вегетативне розмноження рослин...................................................185

Лабораторна робота №24. Розмноження рослин спорами...........................................................195

Лабораторна робота №25. Будова насіння і проростків однодольних і дводольних рослин..................................................................................................................................................199

Лабораторна робота №26. Морфологічна будова плодів..............................................................209

Вступ

Виконання лабораторних робіт з анатомії і морфології рослин є невід’ємною складовою частиною вивчення ботаніки.

Метою створення даного посібника було узагальнення і впорядкування методичних рекомендацій до виконання лабораторних робіт з ботаніки студентами біологічних спеціальностей університетів. Посібник передбачає можливість максимально самостійного виконання робіт студентами, тому він також може бути з успіхом використаний для заочної форми навчання.

Тематичний план робіт складено у відповідності до програми курсу «Ботаніка» та «Анатомія рослин» для напряму підготовки 6.040102 „Біологія”. Кожна робота включає перелік питань, які необхідно підготувати до заняття, завдання та методичні поради для їх виконання, основні відомості, перелік матеріалів та устаткування, необхідних для виконання роботи, посилання на літературні джерела.

Теоретичний матеріал основних відомостей посібника та деякі ілюстрації є результатом узагальнення ботанічної літератури і подані в даному виданні з посиланням на авторів без редагування тексту.

Для успішного виконання лабораторних робіт кожен студент до початку заняття повинен:

а) ознайомитися і законспектувати інструкцію до виконання роботи;

б) вивчити теоретичний матеріал за темою заняття;

в) засвоїти методику виконання роботи;

г) відповісти на контрольні питання;

д) регулярно вести термінологічний словник та зошит з цікавим матеріалом.

Найпоширенішими методами анатомії і морфології рослин є спостереження, мікроскопічні дослідження, опис та порівняння. Крім того, в своїх дослідженнях ці галузі ботаніки часто використовують експеримент, який передбачає вивчення відповідних реакцій рослин на вплив різноманітних факторів середовища.

Необхідність підготовки навчального посібника з анатомії та морфології рослин обумовлена органічним зв’язком ботанічних дисциплін, які тепер вивчаються окремими курсами. На думку автора, одночасне або паралельне вивчення зовнішніх форм рослин та їх внутрішньої структури дасть можливість студентам-біологам створити цілісне уявлення про ці живі організми, краще осмислити їх сутність, роль і значення у природі.

Лабораторна робота №1

Тема: Методи анатомічних досліджень.

Мета: Ознайомитись із будовою та принципом роботи збільшувальних приладів, методами анатомічних досліджень.

Теоретичні питання:

1. Збільшувальні прилади, що використовуються в анатомічних дослідженнях.

2. Типи препаратів і фіксація матеріалу.

3. Виготовлення зрізів.

4. Фарбування препаратів.

5. Методи мікроскопічних досліджень.

6. Вимірювання об’єктів під мікроскопом.

Завдання:

1. Навчитись виготовляти зрізи.

2. Ознайомитись із методикою фарбування препаратів.

3. Засвоїти методи мікроскопічних досліджень.

4. Навчитись виміряти величину досліджуваних об’єктів під мікроскопом.

Основні відомості

Збільшувальні прилади.

Розмір рослинних клітин настільки малий (визначається в мікрометрах), що їх не можна побачити неозброєним оком. Тому для дослідження внутрішньої будови рослин використовують світлові та електронні (просвічуючий, скануючий) мікроскопи [1].

Світловий мікроскоп дає змогу виявити порівняно крупні структури в клітинах — оболонку, ядро, вакуолі, пластиди, мітохондрії, різні включення та особливості будови тканин і органів. З допомогою його можна отримати збільшення в 1500 разів, що обмежується роздільною здатністю найдосконаліших об'єктивів. Роздільна здатність електронних мікроскопів значно більша — до 0,5 нм. Тому вони застосовуються для виявлення ультратонкої організації клітин і тканин, даючи збільшення до 250 000 разів.

Поєднання мікроскопічного методу дослідження з мікрохімічними реакціями (цито- і гістохімією) дає змогу виявити локалізацію речовин в рослинних структурах, а також певною мірою і обмінних процесів.

На практичних заняттях з анатомії рослин використовують головним чином світловий мікроскоп (рис. 1). З будовою оптичного мікроскопа і окуляр-мікрометра та правилами роботи на них студенти знайомляться на попередніх практичних заняттях з інших дисциплін. Тому у даному практикумі їм пропонується контрольне завдання: зробити відповідні підписи до позицій на рис. 1 .

Мікроскоп складається з оптичної частини (освітлювальна система, об'єктиви і окуляри, вмонтовані в тубусі) та механічної (штатив-основа, предметний столик, тубусоутримувач з механізмом для його переміщення). До освітлювальної системи належать розташовані під столиком мікроскопа дзеркальце і конденсор з ірисовою діафрагмою. Плоскою стороною дзеркальця направлять світло на препарат при роботі з об'єктивами 60X і 90X, угнутою — 8Х і 10Х, 20Х і 40х.

Конденсори складаються з двох-трьох лінз у циліндричній оправі і поділяються на різні типи залежно від метода спостереження в мікроскопі: конденсор світлого поля, конденсор темного поля, конденсор з апертурною діафрагмою для косого освітлення тощо.

Під діафрагмою є гніздо для світлофільтрів і світлорозсіювальних матових скелець, які застосовуються при роботі з штучним освітленням звичайними прозорими лампами.

Об'єктиви мають кілька лінз, що вкручені в револьверну оправу. На заняттях звичайно працюють з об'єктивами 8Х і 40Х. Імерсійний об'єктив — 90Х використовують порівняно рідко. Він потребує нанесення на покривне скельце імерсійної рідини, зокрема кедрової олії, водного розчину 74%-го гліцерину, монобромнафталіну, дистильованої води.

Рис. 1. Сучасний світловий мікроскоп

Кількість лінз в окулярі невелика, часто їх дві. Верхня лінза — спостережувальна, нижня фокусує зображення. Діафрагма окуляра визначає поле зору. Найчастіше користуються окулярами 10Х і 15X. Їх вставляють у верхню частину тубуса, який рухається зверху вниз і навпаки за допомогою макро- і мікрометричної гвинтових систем.

Рухаючи препаратоводієм предметне скельце на столику мікроскопа, розташовують препарат у центрі поля зору. Потім рівномірно освітлюють його денним розсіяним світлом або від лампи освітлювача, використовуючи в разі потреби світлофільтри. При переведенні з малого на більше збільшення зображення препарату стає нечітким. Різкості зображення добиваються трохи опускаючи тубус мікроскопа з допомогою гвинтів грубої наводки, а також мікрогвинтами.

З метою дослідження надто дрібних структур рослинних клітин або ультратонкої організації органел, які видимі і в світловому мікроскопі, застосовують просвічуючий або скануючий електронні мікроскопи.

Просвічуючий електронний мікроскоп за принципом одержання зображення подібний до світлового, але для освітлення об'єктива замість світла використовується пучок електронів. їх прискорюють з допомогою великої різниці потенціалів, яка досягає 50 000— 100 000 В. Пучок електронів фокусують двома конденсорними електромагнітами. Всередині колони створюють глибокий вакуум, щоб звести до мінімуму розсіювання електронів. Зображення реєструється на фотопластинці, яка розташована під екраном. Мікропрепарат на спеціальній плівці-підложці розміщується всередині колони. В зв'язку з тим що для проходження електронів потрібний глибокий вакуум, в електронному мікроскопі не можна розглядати живі об'єкти. Виготовлення препаратів для електронної мікроскопії потребує спеціальної технології [1].

Скануючий (растровий) електронний мікроскоп використовують для дослідження поверхні рослинних структур. У цьому приладі точно зфокусований пучок електронів діаметром близько 10 мкм відбивається від зразка, скануючи в певній послідовності поверхню об'єкта, на яку попередньо напилюють тонкий шар металу. Тривимірне зображення структурних елементів створюється за допомогою електронної катодної трубки. Щоб електрони не проникали всередину зразка, прискорююча напруга не перебільшує 20 000 - 30 000 В. Роздільна здатність його нижча, ніж у проникаючого мікроскопа (5 - 20 нм), але він дає досить значну глибину різкості, що створює ефект тривимірності.

Електронний мікроскоп високої напруги (високовольтний) почали застосовувати в біології недавно. В ньому створюється сильне прискорення електронів під дією дуже високої напруги (50000-1000000В), що дає змогу їм проникати крізь порівняно товсті зрізи (1 - 5 мкм) і досліджувати весь об'єм клітини. При цьому при високій роздільній здатності одержують тривимірне зображення структур.

Для світлової і електронної мікроскопії проводять спеціальну обробку рослинного матеріалу. Виготовлення препаратів є однією з найважливіших ланок анатомічних досліджень.

Типи препаратів і фіксація матеріалу.

Препарати поділяють на живі і фіксовані, тотальні і зрізи, давлені і мацеровані, тимчасові і постійні. Препарат називають тотальним, якщо його розглядають цілим. Прикладом може бути листок елодеї, відбитки покривної тканини тощо. Зрізи роблять на живому і фіксованому матеріалі. Розрізняють поверхневі, поперечні та поздовжні (радіальні- і тангентальні) зрізи. Тангентальними називаються зрізи, які паралельні радіальній площині органа [1].

Давлені препарати готують механічним руйнуванням тканин шляхом їх обережного роздавлювання. Мацерацію проводять для одержання окремих клітин. Відомі різні способи розриву зв'язків між клітинами. Для мацерації готових зрізів звичайно використовують 10 - 30 %-й розчин хромового ангідриду, в якому їх витримують від однієї до п'яти хвилин.

Для мацерації трав'янистих нездерев'янілих частин рослин часто застосовують також метод Манжена. Для цього частини рослин занурюють на 24 год в суміш 96 %-го спирту і соляної кислоти у співвідношенні 3,5:1, а потім на 24 год в 10 %-й розчин аміаку. Шматочки тканини після надавлювання пінцетом повинні легко розпадатися на окремі клітини. Якщо мацерація не відбулася, концентрацію аміаку підвищують до 30 %.

Мацерацію тканин плодів і насіння проводять слабкими розчинами лугів (1 - 10 %-й КОН або NaOH) при кімнатній температурі протягом доби. Перед зануренням у розчин сухий матеріал замочують у воді.

Для мацерації деревини використовують суміш Шульца: бертолетова сіль — азотна кислота. Шматочки деревини розміщують на дні пробірки. Зверху на них насипають бертолетову сіль так, щоб вона покрила весь матеріал. Сіль змочують кількома краплинами концентрованої НNO₃. Пробірку підігрівають. Коли шматочки деревини побіліють, а пари перестануть виділятись, їх переносять у стакан з водою. Водою промивають кілька разів. Мацерований матеріал зберігають у спирті.

Тимчасові препарати виготовляють із живого і фіксованого матеріалу. Під час спостереження вони знаходяться в воді або водних розчинах гліцерину, сахарози тощо. Виготовлення постійних препаратів для світлової мікроскопії пов'язане з досить складною обробкою досліджуваних об'єктів. Після фіксації матеріал промивають водою і зневоднюють за допомогою послідовно збільшених концентрацій етанолу. Потім проводять заміщення його на розчинники парафіну і, нарешті, заключають матеріал у парафін. Із нього від руки або на мікротомі роблять зрізи, які депарафінують, забарвлюють відповідними барвниками, зневоднюють і заключають на предметних скельцях у канадський бальзам. При виготовленні постійних препаратів для електронної мікроскопії обробка матеріалу ще складніша.

Фіксація матеріалу забезпечує збереження первісної структури об'єкта. При цьому тканини настільки ущільнюються, що з них можна виготовляти тонкі зрізи. Щоб фіксуючі суміші краще проникали в клітини, матеріал подрібнюють. Для нездерев'янілих об'єктів у світловій мікроскопії досить поширені фіксатори Навашина і Карнуа.

Фіксатор Навашина: льодова оцтова кислота - 40 %-й формалін - 1 % хромова кислота (1:4:10). Готують його напередодні фіксації. Він не спричинює деформації тканин. Час обробки матеріалу 12 - 24 год. Придатний для дослідження тонких структур ядра і цитоплазми, але руйнує мітохондрії. Після фіксації матеріал промивають водою і зневоднюють.

Фіксатор Навашина може бути модифікований. Тоді він містить більш слабкі концентрації оцтової кислоти, формальдегіду, а часом і хромової кислоти.

Фіксатор Карнуа: 96° етиловий спирт — хлороформ — льодова оцтова кислота (6:3:1). Готують безпосередньо перед роботою. Час фіксації 3 - 12 год. Спричинює нерівномірне стискання тканин. Після обробки матеріал промивають 96°-м спиртом до зникнення запаху ацетату і зберігають у 70°-му етанолі. Цитологічні картини менш чіткі, порівняно з розчином Навашина. Мітохондрії руйнуються. Фіксатор Карнуа використовують для конусів наростання, бруньок, дрібних корінців, листків, бутонів, зав'язей, пиляків, насінних зачатків і частин насіння.

При необхідності збереження в клітинах мітохондрій застосовують фіксатор Левицького або Рего. Фіксатор Левицького: 1%-на хромова кислота — 10 %-й формалін від продажного (3:17). Час консервування — 2 доби. Потім об'єкт протягом 24 год промивають у проточній воді. Застосовують також і іншу суміш Левицького: 1% хромова кислота - 2 % осмієва кислота — вода (15:2:18). Час фіксації 2 тижні.

Фіксатор Рего: 3 %-й біхромат калію — продажний формалін (8:2). Час обробки матеріалу — 96 год. у темряві. Суміш щодня замінюють на свіжу. Після цього зразки 3 - 8 днів витримують у 3 %-му розчині К₂Сr₂О7 з послідуючою промивкою протягом 24 год проточною водою.

Здерев'янілі частини рослин консервують розчином 96 % етанол— гліцерин— вода (3:2:1), а тканини, багаті на слиз,— пікриновою кислотою з додаванням невеликої кількості гліцерину. Для електронної мікроскопії використовують спеціальні фіксатори, зокрема глутаральдегід або суміш глутаральдегіду і осмієвої кислоти, перманганат калію.

Після консервування матеріалу водними фіксаторами його промивають кілька разів у воді, а після спиртових — у 70 - 80,%-му спирті. Це необхідно тому, що до складу більшості фіксаторів входять токсичні речовини, які можуть змінити структуру клітин і тканин, зумовлюючи надмірне ущільнення їх або навіть мацерацію. При фіксації водними сумішами матеріал зневоднюють послідовно збільшеними концентраціями етанолу (20, 40, 60, 80 %), витримуючи його в кожному розчині 30 хв. У 70 - 80 %-му спирті матеріал можна зберігати тривалий час. Для остаточного зневоднення його двічі по одній годині проводять через 96 %-й спирт і двічі через абсолютний. Потім його витримують у розчинниках парафіну — в ксилолі, бензолі, толуолі або хлороформі і, нарешті, вміщують у чистий парафін.

Добрим розчинником парафіну для дрібних об'єктів є хлороформ, а для крупних - бензол і ксилол. Звичайно спочатку матеріал по одній годині витримують у трьох сумішах розчинника з абсолютним спиртом: і частина розчинника+3 частини абсолютного етанолу, 1 частина розчинника+1 частина абсолютного етанолу, 3 частини розчинника +1 частина абсолютного етанолу. Пізніше його двічі промивають (1 - 2 год) у чистому розчиннику і тільки після цього заливають парафіном. Останню операцію проводять протягом доби при температурі 56 - 57 °С у термостаті у витяжній шафі. Після просочування зразки разом з розплавленим парафіном переносять у формочки. З метою виготовлення зрізів на мікротомі готують спеціальні парафінові блоки. Для електронної мікроскопії використовують більш тверді, ніж парафін, речовини — пластмаси або епоксидні (аралдит, епен) і поліефірні (вестопал W) смоли.

Хід роботи

Виготовлення зрізів.

Свіжий матеріал ріжуть бритвами від руки або за допомогою заморожуючого, ротаційного і санного мікротомів. Для одержання ультратонких зрізів товщиною 90 – 100 нм застосовують ультрамікротоми [1].

На спеціальному столику заморожуючого мікротома в краплині води розмішують препарат. До нього під тиском для заморожування об'єкта подають стиснений вуглекислий газ. У деяких мікротомах охолоджується не столик, а ніж. Зразок при цьому легко ріжеться, але зрізи виходять менш тонкі, ніж на ротаційному і санному мікротомах. Крім того, неможливо зробити безперервну серію зрізів. Проте метод не потребує складної попередньої обробки матеріалу, а прилад простий в експлуатації.

При виготовленні зрізів бритвою від руки поверхню матеріалу вирівнюють гострим ножем або ланцетом. М'які частини рослин (листки, молоді стебла тощо) затискають між шматочками серцевини бузини, соняшника, бульби картоплі, корка, пінопласту. Зрізи знімають з леза бритви препарувальною голкою або пензликом, їх розглядають у воді, а також у 70 %-му розчині гліцерину. В разі потреби зрізи підфарбовують. При спостереженні живих препаратів застосовують прижиттєві (вітальні) барвники — метиленовий синій і нейтральний червоний.

Парафінові зрізи перед фарбуванням потрібно депарафінувати. Найчастіше для цього застосовують ксилол, який потім заміщують на 96 %-й етанол. Останній екстрагують із зрізів водою. Такі зрізи вже можна фарбувати. Застосовують барвники, які фарбують тканину без протрави (субстантивні) і після попередньої її протрави (аджективні). Для кислих барвників як протраву використовують оксиди тривалентних металів — алюмінію, хрому, а для основних — танін.

Для освітлення препаратів, у тому числі і тотальних. застосовують суміш гліцерин — вода (1:1, 2:1), хлоргідрат — вода (5:2, 8:2), КОН (5 - 7 %-й водний розчин), жавельову воду і лактофенол.

2. Фарбування препаратів.

Забарвлення зрізів необхідне для посилення їх контрастності та виявлення тих або інших структур, Розрізняють прогресивне і регресивне фарбування. При прогресивному методі слабким розчином барвника забарвлюються тільки деякі елементи клітини. Хід процесу контролюють під мікроскопом. При регресивному методі всі частини зрізу під дією концентрованих розчинів барвників стають кольоровими. їх пізніше диференціюють відмиванням водою, підкисленим соляною кислотою етанолом і водним розчином галунів. Диференціювання зрізів проводять під мікроскопом, стежачи за знебарвленням їх [1].

Залежно від мети забарвлюють лише певні клітинні структури або всі елементи зрізу. Наприклад, від розчину сафраніну здерев'янілі та зкорковілі клітинні стінки набувають червоного кольору. Для виявлення лігніфікованих структур часто використовують також розчин флороглюцину, аміачного фуксину, гематоксиліну і генціанового фіолетового. Від хризоїдину лігніфікований матеріал стає червоно-жовтим, а йодного зеленого — зеленим.

Целюлоза забарвлюється такими специфічними барвниками, як анілінблау, малахітовий зелений і бісмарк коричневий. Тіонін, метиленовий зелений і метиленовий синій використовують для виявлення флоеми. Під дією хлор — цинк — йоду стінки ситовидних трубок стають фіолетовими, а їх вміст залишається жовтим. Хлор цинк — йод фарбує також ядра клітин у бурий колір, а крохмальні зерна у фіолетовий.

Добрі результати дає комбіноване фарбування сумішшю кількох барвників. Так, при обробці зрізів розчином сафранін+водний синій здерев'янілі частини клітин стають червоними, а нелігніфіковані – синіми. Аніліновий синій+сафранін забарвлює здерев'янілі структури і ядро в червоний колір, а нелігніфіковані —у синій. Ефективним є фарбування зрізів карболовим фуксином і пікроіндигокарміном, при якому здерев'янілі оболонки набувають червоного кольору, нелігніфіковані - голубого, цитоплазма — смарагдово-зеленого, а кутикула — рожево-фіолетового. Уявлення про диференціацію забарвлення анатомічних структур дають постійні препарати фабричного виготовлення.

Для виявлення тих або інших сполук у клітинах і тканинах та локалізації їх застосовують цитохімічні і гістохімічні методи дослідження. Для порівняльної оцінки мікрокількостей речовин використовують шкали з оцінкою в балах або більш точні методи цитофотометрії і цитоспектрофотометрії. Мікрохімічні реакції, проедені безпосередньо на зрізах, дають змогу виявити наявність сполук і процесів при збереженні структурної цілісності об'єкта.

Методи мікроскопічних досліджень.

Вони досить різноманітні і залежать від об'єкта і поставленої мети. Для вивчення прозорих препаратів на практичних заняттях доцільно використовувати метод світлого поля. До нього відносять також метод косого освітлення, ефект якого досягається з допомогою конденсора ОІ – 14. Для непрозорих об'єктів (наприклад, листків, дрібних плодів) застосовують дослідження у відбитому світлі [1].

Метод темного поля. Зображення в цьому випадку створюється за рахунок розсіяного світла, яке йде від мікрооб'єктів. На темному полі можна побачити світлі ультрамікроскопічні частинки, розмір яких менший за роздільну здатність мікроскопа. При цьому методі замість звичайного застосовують темнопольний конденсор ОІ - 13, який освітлює предмет збоку і в об'єктив потрапляють лише розсіяні промені. В темному полі можна побачити мітохондрії і виявити патологічні процеси в клітинах. Так, зокрема для відмираючих клітин характерне набагато інтенсивніше світіння порівняно з життєздатними.

Для виявлення мітохондрій і інших невеликих клітинних структур придатний метод фазового контрасту, який потребує застосування фазового об'єктива і фазового конденсора. Принцип методу полягає у виявленні зміщення фази світлових коливань, яке виникає внаслідок неоднакової швидкості розповсюдження світла в середовищах різної густини. Прозорі включення, які не видимі в світловому полі, при фазово-контрастному методі дають контрастну інтерференцію з фоном і стають помітними. Для проведення таких досліджень необхідно мати до біологічного мікроскопа фазово-контрастний пристрій Кф-4 або Кф-5. Він складається з фазового конденсора з револьвером, допоміжного мікроскопа і спеціальних об'єктивів, на оправі яких позначено літеру «Ф».

Метод спостереження в поляризаційному світлі використовується для об'єктів, які характеризуються подвійним заломленням світла (крохмальні зерна, волокна, кристали). Для одержання поляризованого світла під конденсором розміщують поляризатор, а над об'єктивом — аналізатор. Аналізатор і поляризатор встановлюють строго паралельно, використовуючи об'єктиви-апохромати.

Поляризаційна оптика входить в комплект мікроскопів МБР-3, МББ-1, МБІ-15. Крім того, є кілька моделей мікроскопів типу «Полам».

Метод флуоресцентної і ультрафіолетової мікроскопії. При флуоресцентній (люмінесцентній) мікроскопії препарат розглядають у світлі, яке випромінює об'єкт при освітленні його інтенсивним синьо-фіолетовим або ультрафіолетовим світлом. Препарати або структури, які не флуоресціюють, обробляють спеціальними барвниками - флуорохромами (акридин жовтий, акридин оранжевий, аурамін ОО, конго червоний, нейтральний червоний, хризоїдин, морин, ескулін, флуоресцеїн, піронін «Ж» та ін.). Ця мікроскопія дозволяє вивчати живі об'єкти за притаманною їм власною флуоресценцією, локалізацію різних речовин та патологічні зміни в клітинах і тканинах.

Спостерігати природну і наведену флуорохромами флуоресценцію препарата можна з допомогою пристрою ОІ-17, ОІ-18 до біологічних мікроскопів. Крім того, сучасна промисловість випускає люмінесцентні мікроскопи «Люмам Р» і «Люмам 1». Освітлювальна і спостережувальна системи в них мають спеціальні світлофільтри. Джерело світла — ртутно-кварцева лампа типу ДРШ-250.

Для спостереження флуоресцеції об'єктів в ультрафіолетовому діапазоні служить ультрафіолетовий мікроскоп МУФ-3. Джерело світла в ньому — ртутно-кварцева лампа. Ультрафіолетовий мікроскоп дає змогу збуджувати люмінесценцію як коротко-, так і довгохвильовим ультрафіолетовим промінням. Прямі візуальні спостереження невидимої оку ультрафіолетової флуоресценції можливі завдяки флуоресцентному екрану, який вмонтовано в окулярну систему.

Метод інфрачервоної мікроскопії. Він робить видимими непрозорі об'єкти, наприклад насіння. Для роботи потрібна інфрачервона насадка НІК. Її вставляють замість тубуса. В комплект входять спеціальні світлофільтри. Один з них розміщений на вихідному кільці конденсора, а другий — зверху на об'єктиві в насадці. Метод дозволяє виявити видову специфіку насіння пошкодження його шкідниками, ураження хворобами тощо.

Поиск по сайту: